Kultivierung humaner Osteoblasten zur Untersuchung von DNA-Schäden und molekularer Anpassungsfähigkeit nach Hyperoxie-induziertem Stress
Ziel dieser Studie stellt die Untersuchung von humanen Osteoblasten auf die Effekte von durch hyperbarer Hyperoxie ausgelöstem oxidativen Stress. Der Fokus lag dabei auf der Detektion von möglichen DNA-Schädigungen und Auslösung adaptiver Mechanismen, sowie dem Vergleich von Tumorzellen mit Zellen humanen Ursprungs und dieser hochproliferativen Zellen mit den Ergebnissen von nicht-proliferativen Lymphozyten. Als Zelllinien wurden HOB-Zellen als primäre humane Osteoblastenlinie und SAOS-2-Zellen als Tumorzelllinie humanen Ursprungs verwendet. Die Zellen wurden in einer experimentellen Druckkammer (400 kPa, 100 % Sauerstoff, 37 °C, 4 Stunden) und einer Kontrollkammer (100 kPa, Pressluft, 37 °C, 4 Stunden) inkubiert. Für die Analysen wurden die Zellen unmittelbar vor, direkt nach und 24 Stunden nach der Exposition aufbereitet. DNA-Schädigungen wurden mit einem alkalischen/neutralen Comet Assay und mit automatisierter Immunfluoreszenz-Mikroskopie auf DNA-Doppelstrangbruch (DSB)-Foci (d.h. H2AXpos/53BP1pos-Kolokalisierungs-Foci) und Apoptose (Pan-Kernfärbung für γH2AX) in für jede Zellreihe jeweils zehn Experimenten untersucht. Die Expression von TGFβ-1, HO-1 und NQO-1, als Indikator für die Reaktion auf oxidativen Stress, bzw. inflammatorische Prozesse, wurde mittels qRT-PCR gemessen. Insgesamt konnte in dieser Studie gezeigt werden, dass in Osteoblasten, ebenso wie in anderen Zellreihen, DNA-Schädigungen durch eine Exposition gegenüber hyperbarer Hyperoxie ausgelöst werden. Dabei scheinen die hochproliferativen Zellen deutlich sensibler auf den oxidativen Stress zu reagieren, als nicht-proliferative Zellen. Gleichzeitig wird aber ebenso die Induktion adaptiver Mechanismen sowie eine schnelle Erholung der Zellen verzeichnet, was darauf hindeutet, dass auch in diesen Zellen der Schaden eher vorübergehender Natur ist.
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